Biología con Síntesis de Proteínas, Resúmenes de Biología

¡Descarga Biología con Síntesis de Proteínas y más Resúmenes en PDF de Biología solo en Docsity! L Síntesis de proteínas 1 Aspectos de la síntesis de proteínasL SECCIÓN 147 Interacción codón-anticodón El anticodón es uno de los bucles de tallo del tRNA e in- teractúa con una tripleta complementaria de bases en el mRNA, el codón, cuando se acercan los dos en la hendidu- ra del ribosoma (sección J1). La interacción es de naturaleza antiparalela (figura L1-1). Cuando se encontró que algu- nas moléculas muy purificadas de tRNA interactuaban con más de un codón, esta capacidad se correlacionó con la pre- sencia de nucleósidos modificados en la posición 5′-antico- dón, sobre todo la inosina (sección K2). La inosina (I) se forma mediante procesamiento posterior a la transcripción (sección J2) de la adenosina cuando ocurre en esta posi- ción. Esto lo realiza la deaminasa de adenosina específi- ca de tRNA, que convierte al grupo 6-amino de la base adenina en uno ceto (hipoxantina). Balanceo Crick sugirió la hipótesis del balanceo para explicar la re- dundancia del código genético. Se dio cuenta mediante la construcción de un modelo que la base del 5′-anticodón podía moverse más que las otras dos bases y formar pares de bases no estándar, siempre y cuando las distancias entre las unidades de ribosa fueran menores de lo normal. En el cuadro L1-1 se muestran sus predicciones específicas y las observaciones reales. No se permiten pares de bases purina-purina ni pirimidina-pirimidina, porque la distan- cia entre las ribosas sería incorrecta. Ningún tRNA podría reconocer más de tres codones, por lo que se necesitarían cuando menos 32 tRNA para de- codificar los 61 codones, excluidos los de detención. Los tRNA pueden reconocer uno, dos o tres codones, depen- Notas clave Interacciones codón-anticodón En la hendidura del ribosoma, las tres bases del codón en el mRNA y el anticodón en el par de tRNA de una manera antiparalela. Si se modifica la base del 5′-anticodón, el tRNA puede interactuar por lo general con más de un codón. Balanceo La hipótesis del balanceo explica cómo se forman pares de bases no estándar entre bases 5′-anticodón modificadas y 3′-codón. Cuando el nucleósido que se balancea es inosina, el tRNA puede formar pares de bases con tres codones: los que terminan en A, C o U. Sitio de unión a ribosomas Este sitio (RBS) es una secuencia ascendente a partir del codón de inicio en el mRNA bacteriano que forma pares de bases con una secuencia complementaria cerca de la terminación 3′ del rRNA 16S para posicionar el ribosoma para el inicio de la síntesis de proteínas. También se le conoce como secuencia Shine-Dalgarno (sus descubridores). tRNA iniciador Un tRNA especial (tRNA iniciador) reconoce al primer codón AUG y se le usa para iniciar la síntesis de proteínas en procariotas y eucariotas. En bacterias, la metionilo-tRNA sintetasa carga primero al tRNA con metionina. Luego, la transformilasa convierte a la metionina en N-formilmetionina. En eucariotas, no se modifica la metionina en el iniciador tRNA. Hay diferencias estructurales entre el iniciador tRNA de E. coli y el que inserta residuos Met internos. Polisomas Los polirribosomas (polisomas) se forman en un mRNA cuando se anexan ribosomas sucesivos, se empieza la traducción y luego se mueven en dirección 5′→3′ a lo largo del mRNA. Un polisoma es un complejo de múltiples ribosomas en varias etapas de traducción en una molécula de mRNA. Temas relacionados (J1) Procesamiento de rRNA y ribosomas (J2) Procesamiento del tRNA y otros RNA pequeños (K2) Estructura y función de tRNA (L2) Mecanismo de la síntesis de proteínas 148 SECCIÓN L – SÍNTESIS DE PROTEÍNAS diendo de su base de balanceo (base 5′-anticodón). Si ésta es C, sólo reconoce el codón con terminación G. Si es G, reconoce dos codones con terminación en U o C, que se modifican más adelante, forma pares con A o G. El nucleó- sido de balanceo no es nunca A, porque se convierte en I que luego forma pares con A, C o U. Sitio de unión a ribosomas En el mRNA bacteriano, una secuencia conservada, con abundancia de purinas, por lo general 5′-AGGAGGU-3′, se encuentra en 8 a 13 nt ascendente a partir del primer codón que se traduce (el codón de inicio). Esta secuencia forma pares de bases con la terminación 3′ del rRNA 16S en la pequeña subunidad del ribosoma (5′-ACCUCCU-3′). Se le llama sitio de unión a ribosomas o secuencia de Shine- Dalgarno, que recibe este nombre por sus descubridores, y se cree que coloca al ribosoma de manera correcta en rela- ción con el codón de inicio. Aunque el rRNA 18S eucarióti- co muestra conservación con el rRNA 16S bacteriano, esta sección está ausente. En cambio, el capuchón en el extremo 5′ puede tener una función similar en eucariotas. tRNA iniciador En eucariotas y procariotas, la metionina siempre es el primer aminoácido incorporado en una cadena de proteí- nas, aunque en bacterias y en mitocondrias y cloroplastos esta Met se modifica a N-formilmetionina. Un tRNA ini- ciador especial, diferente del que forma pares con codones AUG en el resto de la región codificante, es el que reconoce al codón de inicio AUG. En E. coli hay diferencias sutiles entre estos dos tRNA (figura L1-2). Hay bases que no han formado pares en la terminación del tronco aceptor del aminoácido que se requieren para la formilación. También hay tres pares de bases G-C en el brazo del anticodón que son necesarios para la entrada en el sitio P del ribosoma (sección L2). Por último, el tRNA iniciador permite más flexibilidad en la formación de pares de bases (balanceo) porque carece de la A alquilada en el bucle del anticodón y, por tanto, sólo reconoce AUG como codón de inicio, pero también GUG y en muy pocas ocasiones UUG, que ocurre con mucho menos frecuencia en los mRNA bacterianos. El tRNA no iniciador es menos flexible y sólo puede formar pares con los codones AUG. La misma metionil-tRNA sintetasa carga con Met a ambos tRNA (sección K2) para dar la metionil-tRNA (Met-tRNA), pero la enzima trans- formilasa modifica sólo al Met-tRNA iniciador (Met-tR- NAfMet) para dar N-formilmetionil-tRNAfMet (fMet-tRNAf- Met). La unión al grupo N-formil se parece a un enlace péptido y puede ayudar a que este tRNA iniciador entre en el sitio P del ribosoma, un requisito esencial para el inicio, mientras que todos los otros tRNA entran en el sitio A (sec- ción L2). Polisomas Cuando un ribosoma ha empezado la traducción de una molécula de mRNA (sección L2) y se ha desplazado de 70 a 80 nt en sentido descendente a partir del codón de inicio, un segundo ribosoma puede integrarse en el sitio de inicio y empezar a traducir el mRNA. Cuando este segundo ribo- Figura L1-1. Interacción codón-anticodón. Codón 3′ metionina Anticodón Cuadro L1-1. Predicciones originales del balanceo. Base 5′-anticodón Lectura prevista de la base 3′-codón Observaciones A U A convertida en I mediante anticodón deaminasa C G No hay balanceo, formación normal de pares de bases G C y U G y G modificada, pueden formar pares con C y U U A y G No se encuentra U como base 5′-anticodón I A y Balanceo como se predijo. Inosina (I) puede C y reconocer 3′-A, -C o -U U 151L2 – MECANISMO DE LA SÍNTESIS DE PROTEÍNAS cias en eucariotas. La síntesis de proteínas en arqueas es un mosaico, que muestra características de ambos. Inicio El propósito de este paso es ensamblar un ribosoma com- pleto en una molécula de mRNA en el punto de inicio co- rrecto, el codón de inicio. Los componentes que intervie- nen son las subunidades ribosómicas grandes y pequeñas, el mRNA, el tRNA iniciador en su forma cargada (sección L1), tres factores de inicio y GTP. Los factores de inicio IF1, IF2 e IF3 son apenas una décima parte más abundantes que los ribosomas. A continuación se describe la secuencia de eventos (figura L2-1): • IF1 e IF3 se unen a una subunidad 30S libre. En ausencia de mRNA, IF3 ayuda a evitar la formación de un riboso- ma inactivo al detener la unión de una subunidad grande. Más tarde ayuda a que el iniciador tRNA cargado co- Figura L2-1. Inicio de síntesis de proteínas en E. coli. Complejo de inicio 70S Subunidad 30S Factores de inicio tRNA iniciador Región complementaria 16S Complejo de inicio 30S Subunidad 50S Sitio P Sitio A 152 SECCIÓN L – SÍNTESIS DE PROTEÍNAS rrecto entre en el sitio de unión apropiado (sitio P). IF1 bloquea el sitio al que se uniría el tRNA no iniciador. • IF2 forma un complejo con GTP y luego se une a una subunidad pequeña para ayudar al enlace del tRNA ini- ciador cargado. • La subunidad 30S y los IF asociados se unen a una molé- cula de mRNA al reconocer el sitio de unión del riboso- ma (RBS) en el mRNA (sección L1). • El tRNA iniciador se une después al complejo en el sitio P (consúltese más adelante) al formar pares de bases de su anticodón con el primer codón AUG del mRNA. En este punto, puede liberarse IF3 para que puedan cumplir- se sus funciones de mantener separadas las subunidades, ayudar en su unión al mRNA y dirigir al tRNA iniciador. A esto se le denomina complejo de inicio 30S. • Ahora la subunidad 50S puede unirse, desplazando IF1 e IF2. En este paso se hidroliza el GTP. Al complejo forma- do al final de la fase de inicio se le llama complejo de inicio 70S. Como se muestra de manera simplificada de las figuras L2-1 a L2-3, el ribosoma ensamblado tiene dos sitios de fijación a tRNA. Son los sitios A y P para sitios aminoacilo y peptidilo. El sitio A es donde se unen las moléculas entrantes de ami- noacil-tRNA y el P es donde suele encontrarse la cadena de polipéptidos en crecimiento. Estos sitios se localizan en la hendidura de la subunidad pequeña (sección J1) y contienen codones adyacentes a los que se les está traduciendo. Un re- sultado importante del inicio es la colocación del tRNA ini- ciador en el sitio P. Es el único tRNA que hace esto, porque todos los demás deben entrar en el sitio A (sección L1). La colocación correcta del codón AUG iniciador fija el marco de lectura por el resto del proceso de traducción (sección K1). Elongación Con la formación del complejo de inicio 70S, el ciclo de elongación puede empezar. Se subdivide en tres pasos: i) entrega de aminoacil-tRNA; ii) formación de un enlace peptídico, y iii) translocación. Estos tres pasos se mues- tran en la figura L2-2, empezando con un sitio P ocupado y uno A vacío. Comprende tres factores de elongación, EF-Tu, EF-Ts y EF-G; todos ellos unen GTP o GDP. EF-Ts y EF-G son casi tan abundantes como los ribosomas, pero EF-Tu es casi 10 veces más abundante. i) Entrega de aminoacil-tRNA. Se requiere EF-Tu para la entrega de aminoacil-tRNA al sitio A y, en este paso, se consume energía en la forma de hidrólisis de GTP a GDP+Pi. El complejo liberado EF-Tu-GDP se regenera con la ayuda de EF-Ts. En el ciclo de intercambio EF- Tu-EF-Ts, EF-Ts desplaza a GDP y después GTP des- plaza a EF-Ts. El complejo resultante, EF-Tu-GTP, ahora tiene la capacidad de unir otro aminoacil-tRNA y de entregarlo al ribosoma. Todos los aminoacil-tRNA pueden formar este complejo con EF-Tu, excepto el tRNA iniciador. ii) Formación de un enlace peptídico. Después de la entrega de aminoacil-tRNA, se ocupan los sitios A y P y los dos aminoácidos que han de unirse quedan en posiciones cercanas. La actividad peptidil transfera- sa de la subunidad 50S puede formar ahora un enlace peptídico entre estos dos aminoácidos sin necesidad de más energía, porque ésta, en la forma de ATP, se usó para cargar el tRNA (sección K2). Lo interesante es que el sitio catalítico de la peptidil transferasa es parte del rRNA 23S (o 28S) en la subunidad grande y no requiere una proteína. Por tanto, este rRNA es una ribozima (sección J2). iii) Translocación. Un complejo de EF-G (translocasa) y GTP se une al ribosoma y, en un paso que consume energía, se expulsa al tRNA del sitio P, se desplaza al peptidil-tRNA del sitio A al P y el mRNA se mueve un codón en relación con el ribosoma. Se liberan GDP y EF-G y este último es reciclado. Ahora hay un codón nuevo en el sitio A vacío. En bacterias, se desplaza pri- mero al tRNA descargado al sitio E (sitio de salida), que se localiza sobre todo en la subunidad 50S, y se le expulsa cuando se une el siguiente aminoacil-tRNA. De esta manera, el ribosoma mantiene contacto con el mRNA vía 6 bp, lo que puede cambiar las posibilida- des de desplazamiento de marco: el deslizamiento de una o dos bases, que cambiaría el marco de lectura y la secuencia de proteínas resultantes (sección E2). No hay evidencia de un sitio E en eucariotas. Una vez que se ha completado un ciclo del proceso de elon- gación de tres pasos, se repite hasta que uno de los tres co- dones terminación (o detención) aparece en el sitio A. De esta manera, se traduce el mRNA 5′→3′ y la proteína se sintetiza de la N-terminal a la C-terminal. Terminación Aparte de los pocos casos especializados en que pueden in- terpretarse como un aminoácido (sección K1), las especies de tRNA no suelen reconocer a los codones de detención. En cambio, las proteínas llamadas factores de liberación interactúan con estos codones y causan la liberación de toda la cadena de polipéptidos (figura L2-3). Los factores de li- beración de clase I, RF1 y RF2, reconocen a los codones UAA y UAG, y UAA y UGA, respectivamente. Causan que la peptidil transferasa transfiera el polipéptido a agua en lugar de hacerlo a un aminoacil-tRNA; de este modo se libera la nueva proteína. El factor de liberación clase 2, RF3, promueve la disociación de RF1 o RF2 del ribosoma. Para retirar al tRNA sin carga del sitio P y liberar al mRNA, se necesita EF-G junto con factor reciclador del ribosoma (RRF) para la disociación completa de las subunidades. IF3 puede unir ahora la subunidad pequeña para evitar que se reformen los ribosomas 70S inactivos. Los ribosomas pueden estancarse en un mRNA si una base está dañada y resulta irreconocible (sección E1), si el 153L2 – MECANISMO DE LA SÍNTESIS DE PROTEÍNAS mensaje no tiene codón de detención o si no hay tRNA co- rrecto suficiente para un codón en particular. Existen me- canismos para tratar con los problemas de mRNA dañados o truncados (acortados), a los que se les está traduciendo en proteínas defectuosas. En bacterias, se usa un RNA peque- ño llamado tmRNA (RNA mensajero de transferencia), que tiene propiedades de tRNA y mRNA, para liberar al riboso- ma estancado y asegurar la degradación de la proteína de- fectuosa. En primer lugar, el tmRNA se comporta como tRNA al entregar alanina al sitio A y permitir que tenga lugar la formación de un enlace peptídico. Luego ocurre la translocación, colocando otra parte del tmRNA en el sitio Figura L2-2. Etapa de elongación de síntesis de proteínas en E. coli. Complejo EF-G-GTP Peptidil tRNA en sitio P Sitio A vacío Codones Unión de aminocil-tRNA específico al sitio A Codones Formación de enlace peptídico Centro de peptidil transferasa Translocación de peptidil-RNA del sitio A al P Codones Codones Complejo AA-tRNA-GTP-EF-Tu Complejo EF-Tu-EF-Ts Ciclo de intercambio EF-Tu-Ts 156 SECCIÓN L – SÍNTESIS DE PROTEÍNAS de inicio 80S. Cuando menos 12 factores de inicio más o menos definidos intervienen en la síntesis de proteínas en eucariotas, y algunos tienen funciones análogas a los tres IF bacterianos. Pueden agruparse de varias maneras, pero es lógico hacerlo de acuerdo con el paso en que actúan: • Los que intervienen en el ensamblado del complejo de preinicio 43S, como eIF1, eIF1A, eIF2, eIF3 y eIF5. • Los que se unen al mRNA para reconocer el capuchón en la terminación 5′ y fusionar la estructura secundaria, como eIF4B y eIF4F. Este último es un complejo hetero- trímero de una RNA helicasa a la que se le denomina eIF4A, una proteína de unión a capucha (eIF4E) y una proteína de estructura: eIF4G. • Los que reclutan a la subunidad 60S al desplazar otros factores, como el eIF5B, que libera otros cinco factores para que pueda unirse a la subunidad 60S. Tienen lugar los siguientes eventos, empezando con el complejo binario eIF2-GTP, formado por el eIF2B al reci- clar el eIF2-GTP liberado en una etapa tardía durante el inicio. El tRNA iniciador se une para hacer un complejo ternario de tres componentes, el tRNAi iniciador, eIF2 y GTP. En levaduras, el complejo ternario forma parte de un MFC que contiene eIF1, eIF2-GTP-tRNAi, eIF3 y eIF5. La unión del MFC a la subunidad 40S libre es auxiliada por el eIF1A y al complejo resultante se le denomina complejo de preinicio 43S. En algunos eucariotas el complejo ternario puede unirse más tarde (a la subunidad 40S libre que contie- ne eIF1, eIF1A, eIF3 y eIF5). Obsérvese este orden diferente de ensamblado en eucariotas donde el tRNA iniciador se une a la subunidad pequeña antes de que lo haga el mRNA (compárese con la figura L2-1). Antes de que este complejo grande pueda unirse al mRNA, el último debe haber inter- actuado con eIF4B y eIF4F (que reconoce el capuchón en 5′ gracias a su subunidad eIF4E) y, usando energía del ATP, se le ha desenrollado, además de que la subunidad eIF4A debe retirársele su estructura secundaria. El eIF4H es de ayuda en esto. La subunidad de estructura eIF4G del eIF4F puede unirse a PABI, la proteína unidora citoplásmica poli(A) (sección J3) y estimular la traducción al hacer circu- lar el mRNA (no de manera covalente, sino espacial a través de contactos proteína-proteína). La estimulación con PABI de la traducción también proporciona una revisión de que el ribosoma está uniéndose a un mRNA intacto que tenga un capuchón en la terminación 5′ y una cola 3′-poli(A). El se- gundo paso importante ocurre cuando el complejo de pre- inicio 43S se ha unido al complejo mRNA mediante interac- ciones entre eIF4G y eIF3. En el tercer paso, el ATP se hidroliza mientras se rastrea el mRNA para encontrar el codón de inicio AUG. Éste suele ser el primero, aunque no siempre es el caso (consúltese la explicación en párrafos an- teriores). En el cuarto paso, eIF5B debe desplazar a eIF1, eIF2, eIF3 y eIF5 para permitir que la subunidad 60S se una y que el GTP se hidrolice. Se liberan eIF1A y eIF5B cuando el primero ha promovido la unión de la subunidad 60S para formar el complejo de inicio 80S completo. El eIF2B recicla el complejo liberado eIF2-GDP y la fosforilación de la subunidad-α de eIF2 regula el ritmo de reciclado (y, por tanto, el de inicio de síntesis de proteínas). Ciertos eventos, como la infección vírica y la producción resultante de interferón, causan inhibición de la síntesis de proteínas al promover la fosforilación de eIF2. Otro punto de regulación comprende unión de eIF4E/proteínas inhi- bidoras que pueden bloquear por completo el ensamblado de eIF4F en algunos mRNA (sección L4). Cuadro L3-1. Comparación de factores de síntesis de proteínas en bacterias y eucariotas. Bacterias Eucariotas Función Factores de inicio IF1, IF3 eIF1, eIF1A, eIF3, eIF5/eIF2, elF2B Union a subunidades pequeñas/entrega de tRNA iniciador IF2 eIF4B, eIF4F, elF4H Unión a mRNA eIF5B Desplazamiento de otros factores y reclutamiento de subunidades grandes Factores de elongación EF-Tu eEF1α Entrega de tRNA aminoacil al ribosoma EF-Ts eEF1βγ Reciclado de EF-TU o eEF1α EF-G eEF2 Translocación Factores de terminación RF1 eRF1 Reconocimiento de codón de terminación y liberación de cadenas de polipéptidos (clase 1)RF2 RF3 eRF3 Disociación de factores de clase 1 (clase 2) 157L3 – INICIO EN EUCARIOTAS 1 1A 2 3 5 5B elF1 elF1A elF2 elF3 elF5 elF5B tRNAi 1 3 5 2 GTP 1 3 5 2 GTP 1A 1 3 5 GTP2 1A 1 3 5 2 GTP 1A AUG mRNA AUG cap ATP ADP + Pi 1 3 5 2 AUG GTP 1A 5B 1 3 5 2 GDP + Pi5B 1A AUG ATP ADP + Pi elF4B elF4F An An An An An 1A 5B AUG + * * * * * Algunos virus de RNA usan un proceso independiente de capuchón para ensamblar ribosomas en sitios de entra- da internos ribosómicos (IRE) en sus RNA policistróni- cos (secciones M1 y M4). Los IRES también se encuentran en algunos genes celulares, en especial los que intervie- nen en la supervivencia bajo estrés. Figura L3-1. Inicio de síntesis de proteínas en eucariotas. Sitio P Subunidad ribosómica 40S Complejo multifactorial Complejo de preinicio 43S Codón de inicio Poli(A) Ciclo eIF2B Unidad ribosómica 40S Monosoma inactivo Subunidad ribosómica 60S Subunidad ribosómica 60S Rastreo Complejo de preinicio 48S Complejo de inicio 80S Sitio A 158 SECCIÓN L – SÍNTESIS DE PROTEÍNAS Elongación El ciclo de elongación en la síntesis de proteínas en bacte- rias y eucariotas es muy similar. Se requieren tres factores con propiedades similares a su contraparte bacteriana (cuadro L3-1). eEF1α, eEF1βγ y eEF2 tienen funciones equivalentes, como se describió en la sección L2 para EF-Tu, EF-Ts y EF-G. Terminación En eucariotas, un factor único de liberación clase 1, eRF1, reconoce a los tres codones de terminación y realiza las labores ejecutadas por RF1 (o RF2) en bacterias. El factor de liberación clase 2, ERF3, causa la liberación de eRF1 y requiere GTP para estar activo. Los mecanismos de vigilancia del mRNA operan en eucariotas para liberar ribosomas atascados o degradar mRNA defectuosos que tal vez hayan surgido debido a mu- taciones (sección E2). La degradación imparable libera ribosomas atascados que han traducido un mRNA al que le falta un codón de detención y esté atrapado en la termina- ción 3′. El producto de la traducción es defectuoso porque tiene polilisina en su C-terminal debido a la traducción de la cola poli(A). Un factor proteínico (Ski7) ayuda a disociar el ribosoma y reclutar una exonucleasa 3′→5′ para degra- dar el mRNA defectuoso. La proteína defectuosa marcada con polilisina también se degrada con rapidez. En NMD, se reconocen los mRNA que contienen co- dones de detención prematuros debido a la presencia de complejos proteínicos depositados en las uniones exón- exón por corte y empalme en el núcleo (sección J3). En los mRNA normales, estos complejos son desplazados por el primer ribosoma que traduzca el mRNA, y después se al- canza el codón de detención. En los mRNA defectuosos, se alcanza el codón de detención prematuro antes de que se desplacen todos los complejos y esto causa la eliminación del capuchón del mRNA y la degradación 5′→3′ conse- cuente. NMD también se usa para regular la expresión de transcriptos normales. 161L4 – TRADUCCIÓN, SU CONTROL Y EVENTOS POSTERIORES ferritina. Esto ocurre porque a niveles bajos de hierro, el IRE localizado en el 5′-UTR de la mRNA ferritina se une con ISP, reduciendo la capacidad del ribosoma para tradu- cirla. Cuando se eleva la concentración de hierro, la ISP se disocia de 5′-IRE y procede la traducción, aumentando el nivel de ferritina necesaria para el almacenamiento. Este sistema de control de la traducción regula con rapidez y de manera sensible la concentración intracelular de hierro. Existen muchos otros ejemplos de control de la traducción que dependen de la unión de proteínas en la cercanía de secuencias desestabilizadoras, lo que lleva a la supresión de su efecto. Poliproteínas A transcriptos de bacteriófagos y víricos (sección M2) y muchos mRNA de hormonas en eucariotas (p. ej., la pro- opiomelanocortina) se les traduce para producir una sola cadena de polipéptidos; más adelante, proteasas específicas la dividen para producir varias proteínas maduras a partir de un solo producto de traducción. Al polipéptido progeni- tor se le denomina poliproteína. Orientación a un destino en proteínas Secuencias específicas de aminoácidos más o menos cortas dentro de las proteínas suelen determinar la ubicación final de éstas en la célula. También determinan si se secretan, se importan en el núcleo o se dirigen a otros organelos. La secreción de proteínas por procariotas y eucariotas re- quiere una secuencia de señal en la proteína naciente, además de proteínas exportadoras específicas. En bacte- rias, intervienen varios sistemas de secreción; los patóge- nos utilizan algunos de ellos para secretar toxinas dentro del organismo infectado. En el caso de las proteínas secre- tadas por eucariotas, una partícula de RNP, la partícula de reconocimiento de señales (SRP), que contiene RNA 7SL, es la que reconoce la señal (figura L4-1). Cuando un ribosoma citosólico empieza a traducir un mRNA que co- difica una proteína destinada a secreción, SRP se une al ri- bosoma y al polipéptido que emerge y detiene la traducción al evitar la unión de factores de elongación. SRP reconoce a los ribosomas con una cadena de proteínas naciente que contienen una secuencia de señal (péptido de señal) com- puesto por 13 a 36 aminoácidos y que contiene por lo menos un residuo con carga positiva seguido por un centro hidrofóbico de 7 a 13 residuos seguido por un residuo pe- queño y neutral, a menudo Ala. Luego, la SRP (anexada al ribosoma detenido) se une al receptor de SRP (proteína de anclaje) en el lado citosólico del retículo endoplásmi- co (ER) y luego se le libera para reciclaje cuando el riboso- ma se anexe a proteínas receptoras de ribosomas del complejo de translocación (translocón) en el ER. El ribo- soma puede seguir con la traducción y se empuja a la cadena naciente de polipéptidos a través de la luz (interior) del ER. A medida que lo atraviesa, la peptidasa de señal retira al péptido de señal. Cuando se libera la proteína en el ER, por lo general se le modifica, a menudo mediante glucosila- Figura L4-1. Secreción de proteínas en eucariotas. Peptidasa de señal Citosol SRP Receptor de SRP Complejo de receptor ribosómico-translocador de proteínas Ciclo de la SRP Membrana del RER Luz del RER Péptido de señal 162 SECCIÓN L – SÍNTESIS DE PROTEÍNAS ción; al parecer, patrones diferentes de glucosilación con- trolan el destino final de la proteína. La formación correcta de enlaces de disulfuro (sección A3), que se encuentran con más frecuencia en proteínas secretadas, recibe ayuda de la proteína isomerasa disulfuro en el ER. Otras secuencias peptídicas son responsables por la lo- calización intracelular de proteínas. Secuencias de N- o C- terminales pueden causar la importación de las proteínas a mitocondrias, cloroplastos y peroxisomas, mientras que la secuencia interna –Lys-Lys-Lys-Arg-Lys (o cualquier com- binación de cinco aminoácidos consecutivos) puede actuar como señal de localización nuclear, causando que la pro- teína que la contiene (p. ej., histona) sea importada en el núcleo. Plegado y modificación de las proteínas Un polipéptido recién traducido no siempre genera de in- mediato una proteína funcional (sección A3). Se necesita el plegado en la estructura terciaria correcta y esto empieza antes de completarse la síntesis. Aunque esta estructura es inherente a la secuencia primaria in vitro y muchos poli- péptidos se pliegan correctamente de manera espontánea, la naturaleza de traducción colaborativa del plegado y la concentración elevada de proteínas en la célula requiere que las proteínas chaperonas auxilien en el proceso de ple- gado, sobre todo para evitar los errores debidos a agrega- ción de secuencias hidrofóbicas de exposición reciente du- rante la traducción. Muchas chaperonas son también HSP (p. ej., Hsp70, GroEL/GroES), porque evitan y revierten la agregación causada por desnaturalización proteínica a tem- peraturas elevadas. Aparte del plegado correcto y la posible formación de enlaces disulfuro, es posible que se necesiten otras altera- ciones para que desarrollen la actividad a la que están orientadas. Estas modificaciones posteriores a la tra- ducción incluyen división y covalencia. La primera es muy común, en especial el recorte por la acción de amino y car- boxipeptidasas, pero también se presenta la remoción de péptidos internos. En la mayoría de los casos, los enlaces disulfuro mantienen unidas las secuencias que flanquean al péptido escindido, como en el caso de la insulina; sin em- bargo, se conocen casos donde estas secuencias se combi- nan mediante corte y empalme de proteínas en un solo polipéptido, de manera análoga al corte y empalme con el premRNA. En estos casos, al fragmento escindido se le de- nomina inteína y, a las secciones unidas y con información, exteínas. A las secuencias de señal también suele separár- seles de las proteínas secretadas, y cuando las proteínas conforman una poliproteína, es necesario dividir este pre- cursor para liberar las proteínas componentes. Por ejemplo, a la pequeña ubiquitina de 8.5 kDa se le elabora como una poliproteína que contiene varias copias unidas de una ter- minación a otra, y es necesario procesarlas para generar las moléculas individuales. Las modificaciones químicas son muchas y variadas y tienen lugar en las N- y C-terminales, y en casi todas las cadenas laterales de 20 aminoácidos, con la excepción de Ala, Gly, Ile, Leu, Met y Val. Entre las modificaciones se incluyen acetilación, hidroxilación, fosforilación, meti- lación, glucosilación y aun la adición de nucleótidos y cadenas proteicas pequeñas como la ubiquitina (consúlte- se más adelante) y las SUMO y NEDD8 relacionadas. Es común la hidroxilación de Pro en el colágeno y suelen ace- tilarse algunas de las proteínas histona (secciones C2 y C3). Estas modificaciones tienen cuantiosas funciones en la re- gulación y señalización celular, mediando a menudo en in- teracciones proteína-proteína. La fosforilación reversible controla la actividad de muchas enzimas, como la glucóge- no fosforilasa y algunos factores de transcripción. Degradación de proteínas Las proteínas tienen vidas medias (t1/2) muy diferentes. Es- tructurales como el colágeno tienen t1/2 medida en semanas o meses mientras que las reguladoras tienden a recambiar- se con rapidez (t1/2 = minutos u horas). Las células deben tener la capacidad de degradar y disponer de proteínas de- fectuosas y dañadas. En eucariotas, el residuo N-terminal tiene un papel muy importante en la estabilidad inherente. Ocho aminoácidos con N-terminales (Ala, Cys, Gly, Met, Pro, Ser, Thr, Val) se correlacionan con estabilidad (t1/2 > 20 h), ocho (Arg, His, Ile, Leu, Lys, Phe, Trp, Tir) con t1/2 corta (2 a 30 min) y cuatro (Asn, Asp, Gln, Glu) se desestabilizan después de modificaciones químicas. Una proteína dañada, modificada o con un residuo con N-terminal desestabili- zante en sentido inherente se ubiquitinila mediante la unión covalente de residuos Lys y de glicinas con C-termi- nal de moléculas de ubiquitina. Un complejo proteasa 26S (proteasoma) reconoce y digiere a la proteína ubiqui- tinilada en una reacción que requiere ATP, liberando ubi- quitina intacta para reciclaje. Los aminoácidos liberados pueden reutilizarse para elaborar nuevas proteínas. Los de- fectos en su degradación pueden causar compuestos pro- teínicos insolubles que se acumulan en las células y se rela- cionan con la patogénesis de algunos cánceres y trastornos neurodegenerativos, como las enfermedades de Alzheimer, Parkinson y Huntington (sección A3).