Laboratorio de Anatomía y Fisiología: Prácticas y Objetivos, Apuntes de Anatomía

¡Descarga Laboratorio de Anatomía y Fisiología: Prácticas y Objetivos y más Apuntes en PDF de Anatomía solo en Docsity! UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE SAN LUIS POTOSÍ FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS QUÍMICO FARMACOBIÓLOGO Aprobado por el H. Consejo Técnico Consultivo el 1 de Junio del 2009 y en revisión para la aprobación de su actualización el 9 de agosto de 2017 PROFESORES: MCB. Pedro Pablo Martínez Cuevas SEMESTRE: AGOSTO-DICIEMBRE 2022 MANUAL DE PRÁCTICAS DEL LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 2 CONTENIDO LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Páginas IMPORTANCIA _____________________________________________________ 3 OBJETIVOS GENERALES _____________________________________________ 3 OBJETIVO TERMINAL ________________________________________________ 3 INDICACIONES GENERALES PARA EL LABORATORIO _______________________ 4 MEDIDAS DE SEGURIDAD ____________________________________________ 5 DINÁMICA DE TRABAJO ______________________________________________ 6 EVALUACIÓN ______________________________________________________ 7 PRÁCTICA 1: ESTRUCTURA DEL SISTEMA TEGUMENTARIO __________________ 8 PRÁCTICA 2: ARCO REFLEJO __________________________________________ 11 PRÁCTICA 3: EFECTO DE LA INSULINA (PRUEBA DE TOLERANCIA A LA GLUCOSA) _______________________________ 15 PRÁCTICA 4: CONTRACCIÓN DEL MÚSCULO ESQUELÉTICO __________________ 18 PRÁCTICA 5: PRESIÓN ARTERIAL ______________________________________ 25 PRÁCTICA 6: VENOPUNCIÓN Y GRUPOS SANGUÍNEOS _____________________ 29 PRÁCTICA 7: RESPIRACIÓN (ESPIROMETRÍA) ____________________________ 34 PRÁCTICA 8: ANATOMÍA FUNCIONAL DEL APARATO DIGESTIVO DE LA RATA __ 39 PRÁCTICA 9: FISIOLOGÍA RENAL (INTERACTIVA) _________________________ 43 PRÁCTICA 10: MÉTODOS ANTICONCEPTIVOS (INTFORMATIVA) ______________ 54 BIBLIOGRAFÍA RECOMENDADA ________________________________________ 56 LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 5 MEDIDAS DE SEGURIDAD 1. En caso de sufrir alguna lesión durante la manipulación de animales de experimentación o con material punzocortante, el alumno procederá a lavarse el área afectada con agua y jabón y dar aviso al instructor. 2. Si la lesión lo amerita el alumno deberá ser llevado al Centro de Salud Universitario, ante ello, es indispensable presentar su tarjeta para su atención. 3. Los animales de experimentación muertos deberán ser envueltos en papel aluminio y ser enviados a la unidad de biociencias de la Facultad. 4. Para el manejo de cualquier sustancia, deberá consultar con la hoja de seguridad y/o seguir las instrucciones del maestro. 5. No se permite el consumo de bebidas y alimentos en el laboratorio, a menos de que la práctica lo amerite. 6. Durante la práctica el alumno deberá mantener limpio su lugar de trabajo y al término de la misma deberá lavar el material utilizado y asear perfectamente sus manos. VER MANUAL DE SEGURIDAD DEL LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA. NOTA IMPORTANTE: La sesión práctica en donde se hace uso de animales de experimentación, sigue la regulación establecida por la Norma Oficial Mexicana NOM-062- ZOO-1999, que refiere las especificaciones técnicas para la producción, cuidado y uso de los animales de laboratorio. Adicionalmente, la práctica que se realiza en este laboratorio bajo esta temática está próxima a ser revisada y avalada por el Comité de Ética en Investigación y Docencia de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Autónoma de San Luis Potosí. Por otra parte, la sesión práctica donde se realiza el análisis de muestras biológicas, sigue la regulación establecida por la Norma Oficial Mexicana NOM-087-SEMARNAT-SSA1-2002, que refiere la protección ambiental, salud ambiental y la clasificación y especificaciones de manejo de los Residuos Peligrosos Biológico-Infecciosos. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 6 DINÁMICA DE TRABAJO En el laboratorio: Cada sesión iniciará con un cuestionario breve acerca del fundamento teórico-práctico de la práctica a realizar. El Profesor responsable de la práctica dará una introducción breve sobre el procedimiento que se llevará a cabo. Al terminar la práctica y antes de salir de la sesión de laboratorio, los alumnos procederán a completar las tablas con los datos de los resultados que para tal fin se encuentran en el protocolo de la práctica a realizar. Es importante aclarar que algunos reportes deberán ser entregados antes de iniciar la práctica siguiente, cuando se pase lista de asistencia, y otros, se entregarán justo después de la realización de la práctica correspondiente, lo cual, se notificará previamente. El reporte de la práctica es individual comúnmente, sin embargo, algunos reportes se entregarán por equipo según corresponda. Al alumno o alumnos que no entreguen su reporte el día indicado se le considerará nulo. No habrá justificación a menos que sea por causa mayor. Los reportes deberán entregarse de manera presentable, indicando siempre el nombre del laboratorio, nombre y número de la práctica, nombre del alumno, fecha, hora y día del laboratorio. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 7 EVALUACIÓN Ésta se realizará de acuerdo al Reglamento Interno de la Facultad. Para acreditar el laboratorio el alumno deberá tener aceptadas el 75% del total de prácticas con un promedio igual o mayor de 6.0. Cada práctica se considera aceptada cuando la calificación mínima obtenida es de 6.0 y será no aceptada cuando no se cumpla lo anterior. Las inasistencias para fines de evaluación se consideran como reporte no aceptado y la calificación reportada será de 0.0. Cada práctica de laboratorio se evaluará en dos partes: El 50% será la calificación del reporte. El otro 40% será la evaluación previa y el otro 10% corresponderá al desarrollo de la práctica, que consiste en participación, actitud y orden de trabajo, lo cual también se deberá ver reflejado en la elaboración del reporte. La calificación final del curso teórico-práctico de Anatomía y Fisiología se ponderará como sigue: • 80% calificación de teoría. • 20% calificación del laboratorio, siempre y cuando se haya aprobado el 60% de los exámenes parciales de la teoría. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 10 NOMBRE DEL ALUMNO: ________________________________________________ GRUPO DE LABORATORIO: _____________________________________________ NOMBRE DE LA PRÁCTICA: _____________________________________________ FECHA DE REALIZACIÓN DE LA PRÁCTICA: ________________________________ REPORTE: 1. A través de la realización de un esquema, identifica y describe la estructura de un pelo. 2. A través de la realización de un esquema, identifica y describe la estructura de una uña. 3. Describe las características distintivas de las capas epidérmicas, desde la más profunda hasta la más superficial. 4. ¿Qué es y cuál es la función de la melanina? 5. Enumere, de manera breve, 5 conclusiones relacionadas con la práctica. Bibliografía. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 11 OBJETIVO: Al final de la práctica, el alumno comprenderá el circuito del arco reflejo; desde la aplicación de un estímulo hasta la emisión de una respuesta. INTRODUCCIÓN: La información acerca de los cambios en el medio interno y externo llega al SNC a partir de una diversidad de receptores sensoriales. Estos receptores son traductores que convierten las diversas formas de energía del medio en potenciales de acción en las neuronas. El receptor a menudo está relacionado con células no neuronales que lo rodean formando un órgano sensorial. Las formas de energía convertidas por los receptores incluyen por ejemplo, la mecánica (tacto presión), la térmica (grados de calor), la electromagnética (luz) y la química (olor, gusto y contenido de O2 de la sangre). La forma particular de energía a la cual un receptor es más sensible se denomina estímulo adecuado. La unidad básica de la actividad nerviosa integrada es el arco reflejo. Este consta de un órgano sensitivo, una neurona aferente, una o más sinapsis en una estación central integradora o en un ganglio simpático, una neurona eferente y un efector. Los reflejos tendinosos son los únicos que tienen una sola estación de relevo (sinapsis) en el sistema nervioso central. Cuando ocurren dos o más sinapsis se habla de reflejos poli sinápticos. Ejemplo de un arco reflejo. PRÁCTICA 2: ARCO REFLEJO. PRE-REQUISITOS PARA LA PRÁCTICA: COMPLEMENTAR LA INFORMACIÓN, LEYENDO POR SU CUENTA ACERCA DE LOS REFLEJOS Y SUS DIFERENTES TIPOS. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 12 MATERIAL: • Tabaco, café, canela y alguna loción. • Linterna manual. • Jugo de lima o limón, sal y dulces. • Alfiler. • Algodón. • Martillo de reflejos. PROCEDIMIENTO: Todos los alumnos participaran activamente en la práctica fungiendo como explorador y/o como sujeto explorado, turnándose en forma ordenada. A. OLFATO: Se aplicará el estímulo cerca de la nariz (canela, tabaco, café y loción) hasta la emisión de una respuesta verbal. B. SALIVACIÓN: Se estimulará aplicando unas gotas de limón sobre la lengua y un grano de sal, observándose la respuesta. C. GUSTO: Se coloca dentro de la boca un dulce. D. REFLEJOS PUPILARES: Con el estímulo luminoso se observaran los reflejos fotomotor y consensual. 1. Reflejo fotomotor: a) Busque un lugar no muy iluminado. b) Coloque a la persona explorada a enfocar su vista sobre un objeto a distancia. c) Dirija la luz de una lámpara de reflejos sobre la pupila del ojo a examinar. d) Observe la respuesta. 2. Reflejo consensual: a) Dirija la luz de una lámpara de reflejos sobre el ojo del sujeto a examinar. b) Tenga cuidado de que el ojo lateral no reciba la luz de la lámpara (puede colocar una hoja de papel sobre la mitad del rostro del sujeto). c) Observe la respuesta del ojo que no recibe el estímulo. 3. Reflejo corneal: a) Estimule realizando un ligero toque con un pequeño trozo de algodón sobre la córnea. b) Observe la respuesta. 4. Reflejo de acomodación: a) Se le indicará al sujeto que observe un objeto distante (un dedo, pluma o la lámpara de exploración). b) Inmediatamente se le indicará que observe el objeto a la misma vez que éste se le acerca a la vista. c) Observe la respuesta de la pupila. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 15 OBJETIVO: El alumno se familiarizará con el uso de medidores de glucosa y entenderá la función de la insulina en el aprovechamiento de la glucosa por las células mediante la determinación de las concentraciones sanguíneas de glucosa después de la ingestión controlada de ésta. INTRODUCCIÓN: La insulina es un polipéptido constituido por dos cadenas de aminoácidos enlazadas por puentes bisulfuro. Es sintetizada en las células β de los islotes de Langerhans en el páncreas. La insulina se une a sus receptores en las células y facilita la entrada de glucosa al incrementar el número de transportadores de glucosa en la membrana celular, ello indica que es una sustancia que promueve la síntesis proteica y esto lo hace porque llega hasta el núcleo donde promueve la replicación del DNA. La vida media de la insulina circulante es de alrededor de cinco minutos en el ser humano. Los efectos biológicos de la insulina son de gran alcance y tan complejos que se ilustran mejor considerando las consecuencias de su deficiencia. La consecuencia de una insuficiencia de insulina es un incremento en la concentración sanguínea de glucosa lo cual, al prolongarse, conduce a una enfermedad denominada DIABETES MELLITUS. Existen la diabetes tipo I y la tipo II. La tipo I se relaciona con factores genéticos que ocasionan una pérdida de las células β en el páncreas. Este tipo de diabetes puede ocurrir a cualquier edad y la tolerabilidad a la glucosa no se recupera aun cuando el sobrepeso se haya eliminado; por el contrario, la Diabetes tipo II consiste en el decremento de los receptores a insulina debida a un efecto compensatorio por alta ingesta de azúcares y alta liberación de insulina y/o a una pérdida en la funcionalidad del páncreas. En personas normales, la glucosa en sangre venosa en ayunas varia de 80 a 100 mg/dl. La cifra a las 2 horas después de la ingestión de glucosa es inferior a 140 mg/dl y en ningún caso supera los 200 mg/dl. Existe diabetes sacarina si la cifra a las 2 horas o antes supera los 200 mg/dl. Hay una tolerancia disminuida a la glucosa cuando las cifras superan los límites superiores normales y son inferiores a los valores de los diabéticos. PRÁCTICA 3: EFECTO DE LA INSULINA. (PRUEBA DE TOLERANCIA A LA GLUCOSA). PRE-REQUISITOS PARA LA PRÁCTICA: COMPLEMENTAR LA INFORMACIÓN, LEYENDO PREVIAMENTE ACERCA DE LA ESTRUCTURA Y FUNCIÓN DEL PÁNCREAS, ASÍ COMO SUS TRASTORNOS (DIABETES). LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 16 MATERIAL: • Detector de glucosa. • Tiras reactivas. • Lancetas. • Alcohol. PROCEDIMIENTO: 1. El alumno voluntario deberá mantenerse en ayuno al menos 7 horas y llegar 5 minutos antes de la hora de entrada al laboratorio. 2. Al voluntario se le proporcionará en el laboratorio un néctar de fruta inmediatamente después de la determinación de glucosa en ayunas. 3. Se determinará los niveles de glucosa sanguíneos en ayuno y después de la ingesta del néctar (se hará una determinación cada 30 min, hasta las 2 horas). Indicaciones especiales: Es importante cumplir con el ayuno, para evitar falsos positivos. MEDIDAS DE SEGURIDAD: • AYUNO INDISPENSABLE. • SI PRESENTA SENSACIÓN DE VÉRTIGO O ALGÚN TIPO DE FOBIA, INDICAR POR ANTICIPADO AL PROFESOR. • DESECHAR LAS TIRAS DE DETERMINACIÓN DE GLUCOSA EN LA BOLSA ROJA. • DESECHAR LAS LANCETAS EN EL CONTENEDOR RÍGIDO ROJO. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 17 NOMBRE DEL ALUMNO: ________________________________________________ GRUPO DE LABORATORIO: _____________________________________________ NOMBRE DE LA PRÁCTICA: _____________________________________________ FECHA DE REALIZACIÓN DE LA PRÁCTICA: ________________________________ REPORTE: 1. Realice una gráfica que especifique el curso temporal de los niveles de las concentraciones de glucosa en sangre en todos los voluntarios que participaron en esta práctica. 2. ¿Considera los valores de glucosa en sangre obtenidos en la práctica como normales? ¿Por qué? 3. Explique qué sucede hormonalmente con los niveles de glucosa sanguínea bajo una condición de ayuno. 4. Explique qué sucede normalmente en el organismo humano después de la ingesta de alimentos para controlar los niveles de glucosa sanguínea. 5. Enumere, de manera breve, 5 conclusiones relacionadas con la práctica. Bibliografía. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 20 d) Es importante mantener el voltaje del estimulador a 0 volts, frecuencia de 0 estímulos por segundo y una duración de 0 mseg, antes de iniciar la sesión práctica. Figura 1: Inciso A, parte frontal del transductor (arriba) y estimulador (abajo). Inciso B, pistola. Inciso C, parte posterior del transductor (arriba) y estimulador (abajo). 2. Establecimiento del punto motor. a) Limpiar con alcohol la parte dorsal de la mano derecha y el brazo del alumno voluntario. b) Colocar gel en el electrodo de placa del estimulador y sujetarlo en el dorso de la mano del voluntario (Figura 2). c) Establecer el voltaje del estimulador a 30 volts, a una frecuencia de 2 estímulos por segundo y una duración de 10 mseg. d) Colocar gel en la punta del estimulador. e) Pedir al voluntario mantenerse en estado relajado, evitando saltar o extender el dedo voluntariamente. f) Mover la punta hasta que se active el reflejo flexor del dedo medio, es decir del tercer dedo (Figura 2), si no fuera suficiente incremente gradualmente el voltaje en intervalos de 10 volts hasta obtener respuesta. g) Con un plumón, marque el punto motor, es decir, el sitio donde se evidenció el reflejo. Figura 2 A) B) C) LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 21 3. Determinación del estímulo umbral. El objetivo es encontrar el estímulo umbral, es decir, el valor de voltaje mínimo que es capaz de iniciar una contracción. Procedimiento particular: a) Seleccionar los siguientes controles desde la información del menú como sigue: Stimulator channel ON Auto stop ON Metronome OFF Samples per second 200 File size 32K b) Establecer el voltaje del estimulador a 30 volts, a una frecuencia de 1 estímulo por segundo y una duración de 15 mseg. c) Activar la tecla START. d) Aplicar ligeramente una presión basal en la pistola (3 líneas de la gráfica). e) Aplicar el estímulo colocando el electrodo en el punto motor. f) Incrementar el voltaje en intervalos de 10 volts hasta obtener el estímulo umbral (la intensidad de voltaje del estímulo umbral puede variar para cada voluntario). g) Una vez encontrado el estímulo umbral, pausar la estimulación activando la tecla PAUSE. h) Anotar el voltaje que corresponde al estímulo umbral. 4. Relación voltaje vs fuerza de contracción. El objetivo es observar el comportamiento de la fuerza de contracción con respecto a la intensidad del estímulo (voltaje). Procedimiento particular: a) Una vez encontrado el estímulo umbral, incrementar el voltaje 10 volts. b) Activar la tecla CONTINUE. c) Aplicar ligeramente una presión basal en la pistola (3 líneas de la gráfica). d) Aplicar el estímulo colocando el electrodo en el punto motor. e) Incrementar nuevamente el voltaje en intervalos de 10 volts y aplicar el estímulo para cada incremento, hasta llegar a un máximo de 90-100 volts (el voltaje máximo dependerá de la sensibilidad del voluntario). f) Detener la estimulación activando la tecla STOP. g) Activar la tecla ANALYZE. h) Determinar la fuerza de contracción de cada una de las ondas de contracción generadas durante el incremento de voltaje, empleando los botones Mark1 (inicio de la contracción) y Mark2 (contracción máxima inducida por el estímulo). 5. Curva de contracción simple (Miograma). El objetivo es observar las fases de un miograma (periodo latente, de contracción y de relajación). LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 22 Procedimiento particular: a) Seleccionar una de las curvas obtenidas en la sección anterior. b) Determinar la magnitud y duración de los periodos latente, de contracción y de relajación, empleando los botones Mark1 y Mark2. c) Determinar la duración de la onda de contracción. d) Cerrar la ventana, sin guardar el archivo. 6. Análisis de los tipos de contracción. El objetivo de esta sección es analizar los diferentes tipos de contracción muscular, específicamente, la contracción espasmódica, sumación de ondas, tétanos no fusionado y tétanos fusionado. Procedimiento particular: a) Seleccionar un archivo de datos nuevos, activando NEW del menú File del programa. b) Seleccionar los siguientes controles desde la información del menú como sigue: Stimulator channel ON Auto stop ON Metronome OFF Samples per second 200 File size 32K c) Establecer el voltaje del estimulador a un valor correspondiente al rango de voltaje empleado en la sección 4, desde el valor umbral hasta el máximo voltaje tolerado por el voluntario. d) Establecer la frecuencia en 1 estímulo por segundo y una duración de 15 mseg. e) Activar la tecla START. f) Aplicar el estímulo colocando el electrodo en el punto motor. g) Una vez obtenida la onda de contracción, incrementar la frecuencia a 4 estímulos por segundo y aplicar el estímulo. h) Incrementar la frecuencia en intervalos de 1 estímulo por segundo, hasta llegar a observar tétanos fusionado (la frecuencia máxima podrá variar para cada voluntario). i) Detener la estimulación activando la tecla STOP. j) Discutir los tipos de contracción observados. 7. Fatiga Muscular. El objetivo es evaluar la incapacidad del músculo de mantener la fuerza de contracción tras una actividad prolongada. Procedimiento particular: a) Seleccionar los siguientes controles desde la información del menú como sigue: Stimulator channel OFF Auto stop ON Metronome ON Rate 4.0 Hz Samples per second 20 File size 32K LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 25 OBJETIVO: El alumno aprenderá la técnica correcta de la toma de presión arterial y de la frecuencia cardiaca con los métodos auscultatorio y palpatorio, además conocerá las diferentes variaciones que existen en la toma de la presión arterial y de la frecuencia cardiaca en diferentes posiciones (en reposo y después del ejercicio). INTRODUCCIÓN: La presión arterial es la presión que ejerce la cantidad de sangre bombeada por el corazón sobre la pared de los vasos sanguíneos. Esta presión está determinada por diversos factores interrelacionados, como el bombeo cardiaco (fuerza de latido), resistencia al flujo sanguíneo en las arteriolas, elasticidad de las paredes de las principales arterias, volumen sanguíneo, volumen del líquido extracelular y viscosidad de la sangre. Existen dos presiones sanguíneas dentro de los vasos durante un latido completo del corazón: una presión arterial mayor durante la sístole (fase de contracción) y una presión arterial menor en la diástole (fase de relajación). Estas dos presiones sanguíneas se denominan sistólicas y diastólicas respectivamente. Toma de presión arterial. MATERIAL: • Estetoscopio. • Esfigmomanómetro o baumanómetro aneroide. PRÁCTICA 5: PRESIÓN ARTERIAL. PRE-REQUISITOS PARA LA PRÁCTICA: COMPLEMENTAR LA INFORMACIÓN, LEYENDO ASPECTOS COMPLEMENTARIOS ACERCA DE LA PRESIÓN ARTERIAL, SU REGULACIÓN Y LAS DIFERENTES TÉCNICAS QUE EXISTEN PARA SU MEDICIÓN. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 26 PROCEDIMIENTO: MEDICIÓN DE LA PRESIÓN ARTERIAL El método que se emplea es acústico. Fue ideado en 1905 por Korotkoff. Se mide con un esfigmomanómetro colocado en la arteria braquial izquierda, éste consta de una parte inflable o brazalete conectado a un tubo de vidrio que contiene mercurio. A lo largo del tubo de vidrio hay marcas numéricas que indican la altura que alcanza el mercurio en milímetros. Algunos esfigmomanómetros no están conectados a un tubo de vidrio con mercurio, sino a un manómetro aneroide. Se envuelve el brazo del paciente con el brazalete y luego se bombea el aire hacia el brazal por medio de una perilla de caucho. Al aumentar la presión dentro del brazalete, el flujo de sangre a través de la arteria queda bloqueado momentáneamente por éste. La presión interna del brazalete hace que el mercurio se eleve o se mueva la aguja indicadora en la carátula del manómetro. Luego se coloca el diafragma de un estetoscopio sobre la arteria humeral a la altura del codo y se libera lentamente la presión del brazalete. La presión comienza a disminuir lentamente. Tan pronto como la sangre comienza a fluir a través de la arteria, se escuchan los ruidos de Korotkoff. Los primeros ruidos que se perciben son una especie de gorgoteo o tamborileo que incrementan gradualmente su intensidad. El primer ruido que se escucha durante al menos dos latidos consecutivos durante 5 o 10 mmHg, corresponde a la presión arterial sistólica. Al continuar desinflando el brazal, los ruidos se hacen más claros y más fuertes, posteriormente se hacen más débiles en forma abrupta hasta que desaparecen indicando la presión diastólica. • Cada alumno medirá la presión arterial y la frecuencia cardiaca a uno de sus compañeros. Esta medida se hará en 3 condiciones: posición de sentado, después de hacer ejercicio durante 2 minutos y después de 5 minutos de haberlo terminado, para observar la recuperación. • Se anotará la edad y sexo de cada uno de los sujetos de observación. • El brazalete debe comprimir la arteria humeral. No debe hacerlo una porción de brazalete sin hule. Ruidos de Korotkoff Por arriba de la P. Sistólica, la arteria esta totalmente ocluida. Ningún ruido. 80 120 mmHg Presión en el brazal, justo debajo de la P. Sistólica Se oye un ruido suave Intermitente. Sonido fuerte e intermitente. Sonido bajo casi continuo y desaparece Presión en el brazal debajo de la P. Diastólica. No hay compresión De la arteria, no hay Turbulencia, no hay sonido LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 27 • El brazalete debe tener una anchura por lo menos de la mitad de la longitud del brazo adulto: (10 a 12 cm.) En niños hay que usar brazaletes adecuados al tamaño. • El enrollamiento del brazalete en el brazo debe ser bien ejecutado, sin arrugar la tela ni torcerla. • No debe haber ropa ni otro objeto entre el brazalete y el brazo. • Se aplica el diafragma del estetoscopio por donde pasa la arteria humeral en el pliegue del codo y no debajo del brazalete. • Se eleva la presión en el brazalete por arriba de la presión sistólica. En algunas ocasiones, si la presión es muy baja como en estado de choque o en el lactante a quienes difícilmente se les suele colocar un brazalete y el diafragma del estetoscopio para escuchar los fenómenos descritos, la lectura de la presión sistólica se hace recurriendo al método palpatorio en el sitio antes mencionado. MEDIDAS DE SEGURIDAD: • TRAER TENIS O ZAPATOS CÓMODOS Y MANGA CORTA. • EVITAR MANIPULAR INDEBIDAMENTE EL EQUIPO PROPORCIONADO POR EL LABORATORIO. • EN CASO DE PADECER DE ALGUNA LESIÓN O AFECCIÓN CARDIACA INDICAR POR ANTICIPADO AL PROFESOR. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 30 La frecuencia poblacional para los grupos sanguíneos es la siguiente: O: 47%, A: 41%, B: 9%, AB: 3%, Rh(+): 85%; Rh(-): 15%. Está comprobada la existencia de varios subgrupos de A. Los más importantes son A1 y A2. En consecuencia se admiten grupos A1, A2, A1B y A2B. Alrededor del 80% de las personas del grupo A pertenece al subgrupo A1 y 20% al A2; 60% de las personas del grupo AB pertenecen al subgrupo A1B y 40% al A2B. Los eritrocitos del subgrupo A1 se aglutinan más intensamente con sueros anti-A que los del subtipo “A” y algunos de estos pueden pasar inadvertidos a menos que se emplee suero anti-A que reaccione intensamente con células A2. El antisuero anti-AB no se usa para la detección del grupo AB, sino para detectar subgrupos débiles del A y del B. Por tanto, una sangre que no aglutinó con anti-A o con anti-B y lo hace con anti-AB debe considerarse como un subgrupo débil de cualquiera de los dos grupos; en este caso la clasificación precisa deberá hacerse en un banco de sangre especializado. El factor Rh fue descubierto por Landsteiner y Wiener en 1940. Ellos observaron que el suero de conejos que habían recibido inyecciones de eritrocitos de mono Rhesus aglutinaba los glóbulos rojos de 85% de las personas, sin relación con los demás grupos sanguíneos. Las personas que tienen el antígeno D (Rh) se denominan “Rh positivas” y las que carecen del mismo se designan “Rh negativas”. Si la sangre aglutina con anti-D es Rh positiva; si no aglutina es Rh negativa. Toma de muestra sanguínea. MATERIAL: • Pipetas Pasteur. • Jeringa estéril desechable. • Torundas de algodón. • Alcohol. • Ligadura de caucho. • Contenedor para Residuos Peligrosos Biológico-Infecciosos y Punzocortantes. • Gradilla. • Tubos de vacío o Vacutainer con anticoagulante. • Guantes no estériles. • Palillos de madera. • Placa para aglutinación. • Centrífuga. • Modelo anatómico para venopunción. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 31 PROCEDIMIENTO DE VENOPUNCIÓN: 1. Trasladar todo el material junto al paciente e informar al mismo de lo que se realizará. 2. Seleccionar el sitio de punción: Red venosa dorsal de la mano, cubital media, basílica, cefálica, red venosa dorsal del pie. 3. Si no se cuenta con ayuda extra de un colaborador, abrir los contenedores de gasa o algodón que se utilizarán, de modo que se pueda tomar sin contaminarlas, ni contaminar las manos del operador. 4. Proceder al lavado de manos con solución jabonosa antiséptica. 5. Colocarse guantes. 6. Colocar la ligadura a 5 cm arriba del sitio seleccionado para la venopunción. Realizar la antisepsia de la piel con las torundas o gasas embebidas en el antiséptico elegido. Puede hacerse con movimientos circulares desde el centro a la periferia (“en espiral”) o bien de arriba hacia abajo, evitando pasar dos veces por el mismo sitio. Permitir que la solución antiséptica se seque. 7. Inserte la aguja conectada a la jeringa con el bisel hacia arriba formando un ángulo de unos 45°. 8. Observe si aparece sangre en el cono de la aguja. 9. Aspire suavemente, hasta obtener la muestra de sangre requerida. 10. Retire la ligadura o cinta elástica. 11. Retire la aguja y coloque una torunda de algodón hasta el cese de sangrado. 12. Deseche el material al contenedor de Residuos Peligrosos Biológico Infecciosos y punzocortantes. DETERMINACIÓN DE GRUPOS SANGUÍNEOS: 1. Se emplea una placa para aglutinación; en ella se coloca una gota de sangre, recolectada previamente. Debe procurarse que la gota sea grande o bien aplicar dos gotas juntas; de otro modo la muestra será insuficiente. 2. A cada gota de sangre se le añade una gota de antisuero. En el primer pozo se coloca antisuero anti-A, en el segundo se coloca antisuero anti-B y en el tercero se coloca antisuero anti-D. 3. Se mezcla bien con un palillo. La aglutinación se observa en forma de grumos. CONSIDERACIONES ESPECIALES: a. PRECAUCIONES QUE SE DEBE OBSERVAR EN LA VENOPUNCIÓN: ▪ Informar al paciente sobre lo que va a sentir y el motivo de la técnica. ▪ Mantener las normas de higiene y esterilidad de los materiales. ▪ No dejar el torniquete más de 5 minutos y cuidar que al colocarlo no ocluya la vena. ▪ Evitar las punciones excesivas si el paciente padece trastornos de la coagulación para evitar hemorragias o hematomas. b. COMPLICACIONES QUE SE PUEDEN PRESENTAR EN LA VENOPUNCIÓN: ▪ Algunas veces se produce síncope (pérdida repentina del conocimiento). ▪ En algunos pacientes con tendencia a las hemorragias, puede producirse una estribación local de la sangre. Aplicando una presión adecuada (torunda) sobre el lugar de punción se evita la formación de hematomas. ▪ La aguja usada debe desecharse en un contenedor de Residuos Peligrosos Biológico- Infecciosos y Punzocortantes. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 32 c. RIESGOS: ▪ Sangrado excesivo. ▪ Desmayo o sensación de mareo. ▪ Hematoma (acumulación de sangre debajo de la piel). ▪ Infección (un riesgo leve en cualquier momento que se presente ruptura de la piel). ▪ Punciones múltiples para localizar las venas. d. DATOS QUE DEBE TENER UN QFB. EN LA REALIZACIÓN DE UNA VENOPUNCIÓN: ▪ Fecha. ▪ Nombre del paciente. ▪ Edad. ▪ Sexo. ▪ Dirección. ▪ Teléfono. ▪ Tipo de análisis. ▪ Número de folio. ▪ Alergias. ▪ Médico que solicita el análisis. ▪ Resultado y comentarios. ▪ Nombre y firma del QFB. MEDIDAS DE SEGURIDAD: • SEGUIR AL PIE DE LA LETRA LAS INSTRUCCIONES DEL PROFESOR. • SI PRESENTA SENSACIÓN DE VÉRTIGO, INDICAR DE ANTICIPADO AL PROFESOR. • TRABAJAR CON BATA Y GUANTES. • DESECHAR EL MATERIAL CON SANGRE EN BOLSAS ROJAS. • DESECHAR EL MATERIAL PUNZOCORTANTE CON SANGRE EN EL CONTENEDOR RÍGIDO ROJO. • SI PRESENTA ALGÚN TIPO DE FOBIA, INDICAR POR ANTICIPADO AL PROFESOR. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 35 VOLUMENES Y CAPACIDADES PULMONARES • En reposo, un hombre normal respira 12 a 16 veces por minuto. • 500 mL de aire por respiración o 6 a 8 L por minuto son inspirados y espirados. De esta manera, 250 mL de oxígeno por minuto entran al cuerpo y 200 mL de dióxido de carbono son expulsados del mismo. • Se llama VOLUMEN CORRIENTE (Vc) al de cada respiración. • La VENTILACIÓN MINUTO (VM) es el volumen total de aire inhalado y exhalado en ese lapso. • VM = FRECUENCIA RESPIRATORIA (FR) X Vc; 12 resp/min X 500 mL = 6 L/min. Este valor es un indicativo de la funcionalidad pulmonar. • El 75% del aire del volumen corriente es el que se intercambia y el resto permanece en el tracto respiratorio (150 mL). Para determinar ese volumen se multiplica el peso en Kg por 2.2 y ese será el espacio muerto anatómico. • El aire que podemos inspirar adicionalmente al volumen corriente, se llama Volumen Inspiratorio de Reserva VIR (3,100 mL). • Cuando se espira de manera forzada es posible exhalar 1,200 mL, volumen denominado Volumen Espiratorio de Reserva VER. • El Volumen Residual VR se refiere al volumen de aire que permanece en los pulmones y equivale a 1,200 mL. • La Capacidad Inspiratoria CI = Vc + VIR. • La Capacidad Residual Funcional CRF = VR + VER. • La Capacidad Vital CV = VIR + Vc + VER. • La Capacidad Pulmonar Total CPT = suma de todos los volúmenes (VR+CV). Espirograma. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 36 ESPIROMETRÍA. El espirómetro fue inventado por John Hutchinson hace más de 150 años (1844). El espirómetro es un instrumento sencillo que sirve para medir la capacidad del pulmón. El espirómetro húmedo es un reservorio lleno de agua, el cual es penetrado por una bandeja invertida con el lado abierto hacia abajo. Una canasta pequeña, llamada campana, es colocada dentro del reservorio atrapando un pequeño volumen de aire por arriba de la cubeta. El sujeto debe respirar dentro del espirómetro a través de un tubo flexible conectado a la campana. Cuando el sujeto exhala dentro del espirómetro, el volumen de gas exhalado entra dentro de la campana e incrementa el reservorio de aire. Contrariamente cuando el sujeto inhala aire desde una campana parcialmente llena, la campana se moverá hacia abajo. La cantidad de movimiento corresponde al volumen de gas intercambiado, el cual puede ser registrado sobre una carta de papel o medirse sobre una escala calibrada unida al espirómetro. MATERIAL: • Espirómetro (SpiroCompTM). • Computadora. • Boquillas. PROCEDIMIENTO: Se elegirán a los alumnos con mayor riesgo de ventilación pulmonar (fumadores, tosedores crónicos, obesos y sedentarios). Durante los experimentos, se mantendrá al sujeto en estado de reposo sentado en una silla con los ojos cerrados, manteniendo un mínimo de ruido en el salón. Puede ser necesario el pinzamiento de la nariz para prevenir la entrada de aire. Considere que algunos factores pueden alterar los resultados, como el ejercicio o el simple cambio de posición, por lo cual se aconseja realizar el experimento lo más relajado posible. - El primer volumen a determinar es el Volumen Corriente o de ventilación pulmonar (Vc). En inglés es "Tidal Volume" (TV). El sujeto deberá permanecer 5 minutos en estado de reposo, entonces con la nariz ocluida se preparará para registrar 5 respiraciones normales (incluyendo exhalación e inspiración). El programa registrará el tiempo requerido para las respiraciones. El promedio de las 5 respiraciones será el volumen corriente. La frecuencia de respiración es obtenida por dividir el número de segundos entre las 5 respiraciones. El valor normal es 500 mL. - Volumen Espiratorio de Reserva (VER), en inglés: "Expiratory Reserve Volume" (ERV). El sujeto respirará 5 veces en reposo. Durante la última espiración, deberá exhalar tanto como le sea posible, teniendo cuidado en que la inhalación anterior sea lo más tranquila posible. El Volumen Inspiratorio de Reserva se calcula por la extracción del volumen corriente desde de el volumen de máxima espiración. El volumen normal es de 1,200 mL. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 37 - Capacidad Vital de Espiración Forzada (CVEF), en inglés: “Torced Expiratory Vital Capacity” (FEVC). El sujeto deberá asumir la posición necesaria y respirar 4 veces en la 5ª inspiración deberá inhalar tanto como le sea posible y exhalar con toda la fuerza posible. La diferencia entre el punto de máxima inhalación y máxima exhalación es la capacidad vital de espiración forzada. Este valor debería ser igual a la capacidad vital, la cual es la suma del volumen corriente, volumen de inspiración, volumen de reserva y volumen de reserva espiratorio. Espirómetro convencional. MEDIDAS DE SEGURIDAD: • PRESENTARSE CON LA BOCA CEPILLADA. • SI PRESENTA ALGUNA ENFERMEDAD RESPIRATORIA, INDICARLE AL PROFESOR POR ANTICIPADO. • EVITAR MANIPULAR EL ESPIRÓMETRO SIN EL CONSENTIMIENTO DEL PROFESOR. • DESECHAR LAS BOQUILLAS UTILIZADAS EN LA BASURA. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 40 Estructuras del aparato digestivo. MATERIAL: • RataWistar. • Anestésico (Pentobarbital). • Algodón. • Mesa de disección. • Solución salina fisiológica. • Estuche de disección. • Tiras para pH. PROCEDIMIENTO: a) Anestesiar a la rata con la respectiva dosis de pentobarbital, tomando en cuenta su peso. b) La rata anestesiada se coloca en la mesa de disección y se le realiza una incisión desde el esternón hasta el pubis cortando a través de piel. c) Observe el peritoneo (la membrana serosa que cubre la mayoría de los órganos abdominales y las paredes de la cavidad abdominal). d) Identifique y examine el omentum, un pliegue del peritoneo gástrico que conecta la curvatura mayor del estómago con la pared posterior de la cavidad. Examine el estómago y observe su tamaño, forma y curvaturas. Identifique los dos esfínteres asociados a él. Describa cualquier movimiento del estómago. Pellizque el píloro con pinzas y describa lo que ocurre. e) Se colocará un poco de algodón húmedo y pondremos el omentum sobre él. Examine los intestinos delgados y gruesos y observe su color, diámetro, longitud y posición. Examine cuidadosamente el mesenterio y trate de observar los vasos linfáticos (vasos blancos). Examine el hígado, páncreas y bazo. f) Cortaremos el estómago a lo largo de la curvatura menor y continuaremos la incisión hasta el intestino delgado. g) Mida el pH del estómago y del intestino. ¿Cuál medio es más ácido? Compárelos. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 41 h) Examine e identifique otros órganos en el abdomen. Observe los movimientos de las vísceras durante la respiración. i) Abra la cavidad torácica y observe los pulmones, corazón y superficie pleural. MEDIDAS DE SEGURIDAD: • TRABAJAR CON BATA Y GUANTES. • LAVAR Y DESINFECTAR PERFECTAMENTE LAS MANOS ANTES DE SALIR DEL LABORATORIO. • SI PRESENTA FOBIA A LAS RATAS O SI LA RATA LO LLEGARA A MORDER, AVISARLE AL PROFESOR. • DESECHAR EL MATERIAL CON SANGRE EN BOLSAS ROJAS. • COLOCAR EL CADÁVER DE LA RATA EN UNA BOLSA AMARILLA. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 42 NOMBRE DEL ALUMNO: ________________________________________________ GRUPO DE LABORATORIO: _____________________________________________ NOMBRE DE LA PRÁCTICA: _____________________________________________ FECHA DE REALIZACIÓN DE LA PRÁCTICA: ________________________________ REPORTE: 1. Realice un dibujo del sistema digestivo humano, indicando el nombre de cada órgano y sus partes. 2. ¿Cuál órgano (estómago o intestino delgado) tiene el pH más ácido? ¿A qué se debe? 3. Escriba los nombres de las moléculas que son absorbidas por: a. El estómago. b. El intestino delgado. c. El intestino grueso. 4. Explique fisiológicamente, ¿por qué el contenido del duodeno es alcalino? 5. Enumere, de manera breve, 5 conclusiones relacionadas con la práctica. Bibliografía. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 45 PROCEDIMIENTO: 1. FILTRACIÓN GLOMERULAR Al iniciar la simulación, aparecerá una ventana como la que se muestra a continuación: Los principales componentes de esta ventana son un contenedor simulando sangre en el lado izquierdo y una simulación de una nefrona en el lado derecho, así como un sistema de registro que despliega los datos acumulados durante el experimento. El contenedor con sangre, representa la circulación general que irriga a la nefrona. Se compone además de un tubo con un radio ajustable llamado arteriola aferente que conecta el contenedor y alimenta el glomérulo de cada nefrona, así como otro tubo ajustable que representa las arteriolas eferentes que drenan y salen del glomérulo. El flujo de salida de la nefrona llena el tubo colector, el cual llena otro contenedor en la parte derecha. Una caja arriba de la nefrona, presenta la presión glomerular. El filtrado glomerular, indica el flujo del fluido que se mueve desde el lumen del glomérulo hacia el lumen del túbulo renal. ACTIVIDADES: I. INVESTIGANDO EL EFECTO DEL RADIO DEL TUBO AFERENTE SOBRE LA FILTRACIÓN GLOMERULAR. En este experimento, examinarás el efecto del flujo definido por el radio del tubo aferente sobre la velocidad de la filtración glomerular. 1. Activa START para comenzar la simulación. El fluido filtrado se moverá a través de la nefrona y dentro del tubo colector. 2. Ajusta el radio del tubo aferente a 0.35 mm. y el radio del tubo eferente a 0.40 mm. 3. Activa REFILL para llenar el contenedor. 4. Activa START y observa el flujo sanguíneo. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 46 5. Registra los datos, activando RECORD DATA. Activa nuevamente REFILL para rellenar el contenedor izquierdo y comenzar la próxima corrida. 6. Incrementa el radio aferente en razones de 0.05 mm. y repite los pasos 4 y 5, hasta un radio máximo de 0.60 mm. Asegúrate de registrar cada incremento. Si por alguna razón te equivocas, puedes borrar la corrida con DELETE LINE. 7. Complete la tabla 1. 8. Contesta las preguntas que encontrarás en el reporte. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 47 NOMBRE DEL ALUMNO: ________________________________________________ GRUPO DE LABORATORIO: _____________________________________________ NOMBRE DE LA PRÁCTICA: _____________________________________________ FECHA DE REALIZACIÓN DE LA PRÁCTICA: ________________________________ REPORTE: I. INVESTIGANDO EL EFECTO DEL RADIO DEL TUBO AFERENTE SOBRE LA FILTRACIÓN GLOMERULAR. Tabla 1: Radio aferente Radio eferente Presión del contenedor Presión glomerular Velocidad de filtración glomerular Volumen urinario 0.35 0.40 90 0.40 0.40 90 0.45 0.40 90 0.50 0.40 90 0.55 0.40 90 0.60 0.40 90 PREGUNTAS: 1. ¿Qué le ocurre a la velocidad de filtración glomerular si el radio del tubo aferente incrementa? ¿Por qué? LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 50 2. ESTIMULANDO LA FORMACIÓN DE ORINA Esta parte de la simulación te ayudará a explorar algunos aspectos de la formación urinaria por manipulación de las concentraciones de solutos intersticiales. Otras actividades incluyen investigar el efecto de la aldosterona, la ADH (hormona antidiurética) y el papel que las proteínas acarreadoras de glucosa juegan en la función renal. Selecciona en la barra superior Experiment y después SIMULATING URINE FORMATION. Aparecerá una ventana como la que se muestra a continuación: Los principales componentes de esta ventana son similares al programa de SIMULATING GLOMERULAR FILTRATION, a excepción que los controles vasculares han sido obviados en este experimento. Se incluyen equipos adicionales como soluciones de hormonas a la derecha, un control de acarreador de glucosa localizado arriba de la nefrona y una prueba de concentración en la izquierda de la ventana. ACTIVIDADES: I. EXPLORANDO EL PAPEL DEL GRADIENTE DEL SOLUTO SOBRE LA CONCENTRACIÓN MÁXIMA URINARIA. En el proceso de la formación de orina, los solutos y el agua se mueven desde el lumen de la nefrona hacia el espacio intersticial. El movimiento pasivo de estos solutos y del agua explica en parte los gradientes de concentración de la nefrona. Cuando la nefrona es permeable a solutos y agua, un equilibro será alcanzado entre el fluido intersticial y el contenido en la nefrona. La hormona antidiurética (ADH) incrementa la permeabilidad al agua en el túbulo distal y en el túbulo colector, permitiendo el flujo de agua hacia áreas de alta concentración (usualmente desde el lumen de la nefrona dentro del área intersticial). Puedes explorar el proceso de reabsorción pasiva en este experimento. Mientras que realices este experimento, asume que cuando ADH está presente, las condiciones favorecen la formación de orina más concentrada. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 51 1. GRADIENT es un set de datos dentro del control de datos que deberá estar marcada. 2. Active START para comenzar el experimento y mientras que éste está corriendo, se activará el probador de concentración, manténgalo presionado y desplácelo a través de todo el túbulo renal. Observe la concentración total en la ventana CONCENTRATION. 3. Registre este dato en la tabla activando RECORD DATA. 4. Si se observa, la concentración del soluto del gradiente (CONC. GRAD.) es de 300 mosm. Debido a que la concentración del soluto es también 300 mosm., no existe diferencia osmótica entre el lumen de la nefrona y el espacio intersticial. 5. A continuación, activa y mantén presionado el cursor sobre el gotero de ADH y arrástralo hacia el orificio ubicado en la parte superior derecha del tanque que contiene a la nefrona. La liberación del cursor, dispensará automáticamente la ADH dentro del ducto. 6. Active START para comenzar el experimento y nuevamente, mientras que el experimento está corriendo, se activará el probador de concentración, manténgalo presionado y desplácelo a través de todo el túbulo renal. Observe la concentración total en la ventana CONCENTRATION. 7. Ahora registre estos datos en la tabla activando RECORD DATA. 8. Incremente la concentración del gradiente de 300 en 300 mosm. y seguido de cada uno activa el comando DISPENSE. 9. Repite los pasos 5 a 7 hasta 1200 mosm. Asegúrate de registrar todos los datos después de cada corrida. Si te equivocaras en algún dato, borra la corrida con DELETE LINE. 10. Completa la tabla 3. 11. Contesta las preguntas que encontrarás en el reporte. Tabla 3: Conc. Grad. Volumen de orina Concentración de orina 300 600 900 1200 1. ¿Qué ocurre con la concentración urinaria cuando el gradiente de concentración aumenta? ¿Por qué? 2. ¿Qué factor limita los cambios en la concentración urinaria? LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 52 II. ESTUDIANDO EL EFECTO DEL ACARREADOR DE GLUCOSA SOBRE LA REABSORCIÓN DE GLUCOSA. Debido a que las proteínas acarreadoras de glucosa son necesarias para mover glucosa desde el lumen de la nefrona hacia el espacio intersticial, existe una cantidad de glucosa que puede ser reabsorbida. Cuando todos los acarreadores de glucosa están unidos a glucosa, la transportan y el exceso de ésta es eliminada por orina. En este experimento examinarás el efecto que tienen el número de acarreadores de glucosa en el túbulo proximal. 1. Activa GLUCOSE en el set de datos dentro del control de datos. 2. Selecciona el gradiente de concentración (CONC. GRAD.) a 1200 mosm. 3. Active DISPENSE. 4. Ajuste el número de acarreadores de glucosa a 100 por activar el botón apropiado ubicado en la parte superior izquierda del contenedor. 5. Active ADD CARRIERS. Este botón inserta el número específico de acarreadores de glucosa por unidad de área dentro de la membrana del túbulo proximal. 6. Activa START para comenzar la corrida del experimento. 7. Ahora registre sus datos en la tabla activando RECORD DATA. 8. Incremente el número de acarreadores de glucosa en el tubo proximal de 100 en 100 acarreadores y repite los pasos 6 y 7 hasta un máximo de 500. Asegúrate de registrar todos los datos después de cada corrida. Si te equivocaras en algún dato, borra la corrida con DELETE LINE. 9. Contesta las preguntas que encontrarás en el reporte. PREGUNTAS: 1. ¿Qué ocurre con la cantidad de glucosa presente en la orina cuando el número de acarreadores de glucosa incrementa? ¿Por qué? LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 55 Aparato reproductor masculino y aparato reproductor femenino. MATERIAL: • Preservativos. • T de cobre. • Sacos vaginales. • Óvulos vaginales. • Píldoras hormonales. • Parches anticonceptivos. • Anillos vaginales. • Píldoras de emergencia. PROCEDIMIENTO: Se realizará un abordaje informativo acerca del cuidado de la salud sexual y reproductiva en la juventud, ya que según la Organización Mundial de la Salud (OMS), es un derecho humano, es decir, todas las personas tienen derecho al acceso, a la elección y a los beneficios del avance científico en la selección de métodos de planificación familiar. Se apoyará en la toma de decisiones sobre los métodos anticonceptivos a emplear, ya que lo anterior, generalmente requiere hacer un balance entre los diferentes métodos existentes considerando las ventajas y desventajas de los métodos anticonceptivos específicos, que varían según las circunstancias, las percepciones y las interpretaciones individuales. MEDIDAS DE SEGURIDAD: • EVITAR MANIPULAR EL MATERIAL SIN EL CONSENTIMIENTO DEL PROFESOR. LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA Pág. 56 BIBLIOGRAFÍA RECOMENDADA. BIBLIOGRAFÍA BÁSICA No. Autor Título Edición Editorial País Año 1 Tortora, Gerard J. Principios de anatomía y fisiología. 15ª Médica Panamericana. México 2018 2 Barret, Kim E. Ganong. Fisiología médica. 24ª McGraw-Hill. México 2013 3 Guyton, Arthur C. Tratado de fisiología médica. 12ª Elsevier. España 2011 BIBLIOGRAFÍA COMPLEMENTARIA No. Autor Título Edición Editorial País Año 1 Gosling, J. A. Texto y atlas en color de anatomía humana. 2ª. Interamericana : McGraw-Hill. México 1992 2 López Antúnez, Luis. Anatomía funcional del Sistema Nervioso. 10ª. Limusa. México 2003 3 Moore, Keith L. Fundamentos de anatomía: con orientación clínica. 6ª. Médica Panamericana. Argentina 2010 4 Tatárinov, Vasili G. Anatomía y fisiología humanas. 3ª. Mir. Rusia 1996 5 Dykes, Ameerally. Lo esencial en anatomía. 2ª. Elsevier. España 2003