Regolazione dell'espressione genica, Schemi e mappe concettuali di Biologia

Scarica Regolazione dell'espressione genica e più Schemi e mappe concettuali in PDF di Biologia solo su Docsity! REGOLAZIONE DELL’ESPRESSIONE GENICA Il DNA contenuto all’interno di una cellula porta con sé le informazioni necessarie allo svolgimento di una grande quantità di funzioni metaboliche. Queste funzioni non sempre sono necessarie e spesso è conveniente, per la cellula, evitare di esprimere l’intero patrimonio genetico. In ogni momento, quindi, la cellula “decide” quali geni esprimere e quali no, a seconda delle esigenze. La regolazione dell’espressione genica consiste, quindi, in tutti quei meccanismi che determinano l’accensione o lo spegnimento dell’espressione di un gene. Essa è diversa nei procarioti e negli eucarioti.  REGOLAZIONE DELL’ESPRESSIONE GENICA NEI PROCARIOTI Nei procarioti la trascrizione e la traduzione avvengono contemporaneamente, pertanto, regolare l’espressione di un gene significa regolare la sua trascrizione. Dunque, la regolazione, in questo caso, avviene prevalentemente a livello trascrizionale perché durante la trascrizione già avviene la traduzione e non ci sono altri step per regolare l’espressione di un gene. Solitamente, quando parliamo di organismi procarioti ci riferiamo all’Escherichia Coli che prendiamo come modello di riferimento. Il cromosoma batterico di E. coli contiene più di 4200 geni codificanti. Tra questi vi sono:  Geni costitutivi: geni che vengono sempre espressi (ad es. quelli che codificano per proteine della glicolisi, per RNA ribosomiale ecc.)  Geni inducibili: geni che vengono espressi solo in determinate condizioni (es. geni che codificano per proteine del metabolismo del lattosio vengono espressi solo in presenza di questo disaccaride nell’ambiente). Un esempio di geni inducibili sono quelli che costituiscono l’operone Lac. Abbiamo visto che nei procarioti spesso abbiamo gli operoni, cioè un insieme di geni che vengono trascritti insieme. Nello specifico un operone presenta: più geni strutturali, cioè geni che codificano per specifiche proteine e che vengono trascritti insieme (pertanto l’mRNA risultante conterrà l’informazione di tutti i geni, non solo di uno), un unico promotore, che è il sito di attacco dell’RNA polimerasi che deve iniziare la trascrizione e un unico operatore che segue il promotore e che è in grado di legare una proteina repressore; quest’ultima è codificata da un gene regolatore non necessariamente adiacente all’operone. Sono noti due tipi di operoni: gli operoni inducibili e gli operoni reprimibili. Gli operoni inducibili normalmente non sono espressi; la loro trascrizione richiede la presenza di una sostanza, detta induttore, che inattiva il repressore. In un operone inducibile, il repressore normalmente è legato all’operatore, impedendo all’RNA polimerasi di legarsi al promotore per trascrivere i geni strutturali. Il repressore è attivo fino a che non si lega all’induttore: in presenza di induttore, infatti, si forma un complesso repressore-induttore che si stacca dall’operatore, permettendo all’RNA polimerasi di legarsi al promotore e iniziare la trascrizione. Gli operoni reprimibili sono invece normalmente espressi, tranne quando è presente un corepressore, che attiva il repressore. In un operone reprimibile, il repressore normalmente è inattivo e l’operone viene perciò trascritto regolarmente. Il repressore rimane inattivo finchè non si lega a un corepressore, formando con esso un complesso repressore-corepressore che si lega all’operatore, impedendo all’RNA polimerasi di trascrivere i geni strutturali dell’operone. L’operone Lac è un operone inducibile, che solitamente non viene trascritto; esso viene trascritto solo quando E. Coli si trova in un ambiente in cui è presente il lattosio. Infatti, E. coli è un batterio capace di utilizzare come fonte di carbonio sia il glucosio che il lattosio. Tuttavia, lo zucchero più adatto al suo metabolismo è il glucosio, tanto che se il batterio cresce in un substrato che presenta entrambi gli zuccheri, utilizza dapprima unicamente il glucosio, e solo successivamente il lattosio. Tuttavia, se il batterio si trova a crescere in un ambiente in cui è presente unicamente il lattosio, immediatamente sintetizza gli enzimi necessari a metabolizzarlo e quindi, va a trascrivere e tradurre i geni strutturali dell’operone Lac. Il batterio possiede perciò un meccanismo di controllo che consente l'espressione di alcuni geni solo quando ne avverte il bisogno, e impedisce la produzione di enzimi e proteine non strettamente necessarie. I geni strutturali dell’operone Lac codificano per tre proteine:  Lattosio permeasi (gene lacY) che permette il passaggio di lattosio all’interno della cellula;  -galattosidasi (gene lacZ) che scinde il lattosio in galattosio e glucosio e, però, converte una piccola parte in un particolare tipo di lattosio, l’allolattosio, che è importante per la regolazione; in altre parole, catalizza l’isomerizzazione del lattosio in allolattosio.  -galattoside transacetilasi (gene lacA), enzima che aggiunge gruppi acetili al lattosio non appena entrato nella cellula. Tale funzione di acetilazione del lattosio ha un ruolo ancora ignoto nella cellula di E.coli. In assenza di lattosio, all’operatore dell’operone Lac è legata la proteina repressore (codificata da un gene regolatore costitutivamente espresso); quindi, l’RNA polimerasi non può legarsi al promotore e la trascrizione dell’operone Lac è inibita. La proteina repressore ha anche un sito di legame allosterico ha anche un sito per l’allolattosio. Dunque, quando nella cellula c’è lattosio, la -gal, che non è presente ad alti livelli perché il suo gene ancora non è stato espresso, ma in piccola quantità c’è, va a trasformare il lattosio il allolattosio. L’allolattosio si lega alla proteina repressore e cambia il suo folding; questa non sarà più affine per l’operatore perciò si staccherà da esso e la trascrizione i può attivare perché l’RNA polimerasi si può legare al promotore. In assenza di allolattosio, il repressore si lega nuovamente all’operatore, bloccando la trascrizione dell’operone. Nei procarioti c’è un sistema di regolazione ancora più ampio rispetto a quello dell’operone: più operoni sono organizzati a formare il regulone e sono sotto il controllo di un’unica proteina di regolazione. Infatti, in E. coli ci sono l’operone lattosio, l’operone, maltosio, l’operone glucosio ecc. A seconda di quale zucchero è presente nell’ambiente viene espresso uno di questi operoni. Ovviamente, se c’è glucosio, la cellula preferisce utilizzare questo perché è la fonte più facile da utilizzare e comporta meno spreco di energia. Mette in atto la glicolisi ed è più veloce produrre energia. Se invece, non c’è glucosio, uno di questi operoni deve essere espresso. Come sensore per il glucosio, nei batteri vi è una proteina, la proteina CAP, che, è un’attivatrice della trascrizione. Essa compie ciò grazie a un nucleotide che la attiva l’AMP ciclico. L’AMP ciclico è la forma scarica di ATP, allora vuol dire che la cellula avrà elevati livelli di AMP ciclico quando c’è poco ATP e avrà bassi livelli di AMP ciclico quando c’è tanto ATP. E quando il livello di ATP cala è magari perché il glucosio non c’è più. Quindi, quando i livelli di glucosio sono bassi, i livelli di AMP ciclico aumentano e attivano la proteina CAP che si lega ai rispettivi siti di riconoscimento nei promotori dei diversi operoni nel regulone. In realtà, però, si avrà l’espressione solo dei geni che costituiscono l’operone il cui operatore non è legato a un repressore. In altre parole, se non c’è lattosio, anche se la proteina CAP va a legarsi al promotore dell’operone lattosio, la trascrizione di questo non inizierà perché nel frattempo la proteina repressore è legata all’operatore: è vero che l’RNA polimerasi si potrà legare ma in maniera blanda i livelli di espressione saranno molto bassi. Invece, se c’è lattosio, all’operatore non sarà legato il repressore e questa proteina CAP funzionerà da enhancer: trascinerà fortemente l’RNA polimerasi in modo che la trascrizione possa avvenire ad alti livelli. Il gene eucariotico è costituito da varie regioni: il promotore si trova molto a monte rispetto al codone di inizio della sintesi proteica (ATG nel DNA che diventa AUG nell’RNA); esso è costituito da una serie di sequenze, come la TATA box o la CAAT box, che sono i siti a cui si legano i fattori trascrizionali basali. Immediatamente successivo al promotore è il punto di inizio della trascrizione. Dal punto di inizio della trascrizione all’ATG vi è una regione chiamata 5’ UTR (untraslated region). Si tratta di un segmento in corrispondenza dell’estremità 5’ che viene trascritto, tuttavia poi l’mRNA corrispondente non viene tradotto. Successivamente vi è la sequenza codificante che, però, è costantemente interrotta dalla presenza di introni. Poi c’è un codone di terminazione (TGA, TAA, TAG che corrispondono a UAG, UAA, UGA nell’RNA) seguito da un’altra UTR, la 3’ UTR (un segmento in corrispondenza dell’estremità 3’ che viene trascritto, tuttavia poi l’mRNA corrispondente non viene tradotto). Infine c’è il sito di termine della trascrizione. Il fatto che vi siano le UTR vuol dire che la trascrizione inizia molto prima dello start codon e finisce molto dopo lo stop codon. Compreso nel segmento 3’ non tradotto dell’mRNA vi è una sequenza che è un segnale di taglio e dell’aggiunta della coda di poli-A. Infatti, quando un gene eucariotico viene trascritto, l’mRNA (che è un pre-mRNA perché deve subire processi di maturazione) viene accorciato all’estremità 3’ da un enzima che lo taglia ad una certa sequenza (quella indicata, appunto) e poi ad esso viene aggiunta una serie di nucleotidi adenilici che costituiscono la coda di poli-A. Lungo il filamento di DNA, lontano dai geni che devono essere trascritti, si trovano sequenze particolari chiamate enhancer (o intensificatori) che aumentano enormemente la frequenza di trascrizione. Infatti, quando a questi siti si legano particolari proteine (gli attivatori suddetti) il legame della RNA polimerasi al promotore è favorito. Ci sono anche altre sequenze di DNA lontane dal gene che deve essere trascritto dette silencer (o silenziatori). Quando ad esse si legano proteine con funzione di repressori, queste impediscono l'attacco dell'RNA polimerasi al promotore. Sorprese molto i biologi scoprire che gli attivatori o i repressori potevano incrementare/inibire la trascrizione a distanza. Alla fine si capì che il DNA compreso tra l’enhancer/silencer e il promotore si ripiega formando un’ansa per consentire agli attivatori e ai repressori di interagire con le proteine situate nei pressi del promotore, tra cui l’RNA polimerasi II e i fattori generali di trascrizione. Talvolta per far avvenire questa interazione serve un mediatore. Dunque, la trascrizione si regola attraverso elementi in Cis e elementi in Trans. Gli elementi che agiscono in CIS sono i fattori proteici che si legano a sequenze di DNA che si trovano in vicinanza della porzione di gene che deve essere trascritta in RNA. Quindi, i fattori trascrizionali basali che si legano al promotore. Gli elementi che agiscono in TRANS sono dei fattori, normalmente proteine prodotte da altre sezioni di DNA distanti dal gene che deve essere espresso, che si legano alla sequenza CIS, per controllare l’espressione del gene. Alcuni fattori di trascrizione sono in grado di riconoscere specifiche sequenze di DNA ma anche l’alternanza tra solco maggiore e solco minore. Tra questi abbiamo quelli che contengono un dominio a dito di zinco, ossia una sequenza polipeptidica che si trova in alcuni fattori di trascrizione ed è capace di riconoscere sequenze specifiche di DNA. Questo motivo contiene ioni di zinco che legano residui di cisteina e istidina, determinando delle anse che ricordano la struttura delle dita, che legano il DNA. Poi ci sono altri fattori trascrizionali che sono inattivi nel citosol ma vengono attivati solo quando arriva un segnale dall’esterno: si tratta di fattori trascrizionali che si legano a ormoni steroidei, vitamine liposolubili (come la vitamina D, la vitamina A ecc.) che sono riusciti ad attraversare il doppio strato fosfolipidico. Quando arriva un determinato segnale dall’esterno (che si lega al recettore), il fattore trascrizionale cambia il suo folding, espone la sequenza di import nucleare, va nel nucleo e si lega a sequenze specifiche del promotore, attivando la trascrizione di geni target, ossia geni il cui prodotto è necessario in quel momento. Un altro fattore trascrizionale è il fattore HIF che è costituito da due proteine (è un dimero): HIF 1- e HIF 1-. Mentre 1- sta sempre lì fermo, l’1- in condizioni normali di ossigeno viene sempre degradato (prodotto e degradato). Tuttavia, nel momento in cui la concentrazione di ossigeno cala, cioè nella cellula c’è la condizione di ipossia, il fattore HIF-1si attiva perché la cellula deve rispondere in maniera istantanea a questa sua condizione di stress molto forte. Il fattore HIF-1funziona da attivatore legando le sequenze enhancer dei geni target e, quindi, attiva l’espressione di questi per rispondere a questa ipossia. I due principali meccanismi di regolazione della trascrizione (meccanismi epigenetici e fattori trascrizionali) spesso agiscono insieme; ad esempio, in alcuni casi, ci sono degli istoli acetilati che aprono la cromatina e formano dei complessi con degli attivatori trascrizionali; al contrario, ci sono istoni deacetilati che chiundono la cromatina e formano dei complessi con dei repressori trascrizionali. L’espressione dei geni può essere controllata anche a livello post-trascrizionale; questo avviene attraverso due meccanismi: - SPLICING ALTERNATIVO che permette di produrre più forme di una stessa proteina, codificate dallo stesso gene. Infatti, consiste nel tagliare la molecola di pre-mRNA introducendo nel taglio tratti di un introne, un introne intero, non inserire nessun introne, eliminando un esone ecc.… - Regolazione della STABILITÀ DELL’mRNA grazie a piccoli RNA. La stabilità degli mRNA non è molto lunga; infatti, il loro tempo di vita non è molto lungo; tuttavia, può essere aumentato o ridotto da piccoli RNA presenti nella cellula. Fino a poco tempo fa conoscevamo solo mRNA, tRNA, rRNA, tuttavia, oggi abbiamo scoperto un mondo a RNA dove, oltre a questi, ci sono altri tipi coinvolti in vari processi. Per la regolazione post-trascrizionale ci riferiamo principalmente ai microRNA, detti brevemente miRNA. I miRNA sono piccole molecole di RNA non codificanti a singolo filamento. Sono formati da 18-20 nucleotidi. I 50% dei miRNA sono intragenici. Di questo 50%, il 40% si trova in introni di geni che codificano per proteine e il 10% si trova in introni di trascritti che non codificano per proteine. L’altro 50% sono unità trascrizionali intipendenti, con geni propri. Come gli altri RNA non codificanti, cioè i tRNA e gli rRNA, anche il trascritto precursore dei miRNA va incontro a un particolare tipo di elaborazione per dare luogo a un miRNA maturo e funzionale. Questo piccolo miRNA maturo viene poi assemblato con proteine apposite per formare un complesso di sequenziamento indotto da RNA (RISC), che perlustra il citoplasma alla ricerca di mRNA con sequenze complementari a quelle del miRNA che trasporta per degradarli o bloccarne la traduzione. I miRNA che legano i loro mRNA bersaglio con complementarietà imperfetta bloccano la loro traduzione. Quelli che fanno ciò legano solitamente le regioni non tradotte al 3’ (3’ UTR), per le quali presentano omologia. I miRNA che legano i loro mRNA bersaglio con complementarietà perfetta inducono la degradazione di questo. Ci sono anche altri piccoli RNA che si chiamano siRNA (Small interfering RNA). Si tratta di RNA non codificati da geni che noi abbiamo (non li produciamo noi), tuttavia, le nostre cellule possono venire a contatto con essi in seguito ad infezioni virali. Proprio perché hanno origine virale e non vengono sintetizzati dalle nostre cellule sono detti RNA esogeni.